Ю. А. Соколов

ПЕПТИДНЫЕ ЭЛИСИТОРЫ

Институт биоорганической химии НАН Беларуси (Поступила в редакцию 10.02.2015)

Введение

В настоящее время большое внимание уделяется поискам новых более совершенных по сравнению с традиционными подходами методов защиты растений от болезней, вредителей и абиотических стрессов, основанных на повышении устойчивости растений за счет индуцирования их иммунной системы элиситорами – сигнальными веществами биотической и абиотической природы, распознающимися растениями и в ответ на которые растения запускают свои защитные механизмы. Обнаружение новых и исследование уже идентифицированных элиситоров для различных видов растений, изучение всего разнообразия механизмов их действия имеют важное научное и практическое значение, открывая дорогу разработке новых методов борьбы с потерями урожая [1–3]. Применение различных элиситоров для защиты растений не сказывается отрицательно на экологии, безопасно для человека и постепенно становится одним из эффективных приемов растениеводства. Относительно небольшая стоимость и очень низкие нормы расхода элиситоров делают их применение экологически и экономически выгодным. Но самое главное состоит в том, что элиситоры действуют не на патоген или вредителя, а на растение и позволяют ему тем самым полнее реализовать свой генетический потенциал устойчивости, в результате чего растение справляется с инфекцией и вредителями с помощью собственных метаболитов, включая летучие вещества для привлечения их естественных врагов.
Среди элиситоров различной химической природы наименее исследованы пептидные элиситоры, так как их начали идентифицировать сравнительно недавно [4]. Однако интерес к ним в самое последнее время значительно вырос. Поэтому цель настоящей работы – обзор идентифицированных до настоящего времени наиболее известных элиситоров пептидной природы.

1. Пептидные гормоны растений

Растения являются богатым источником разнообразных биологически активных веществ, включая пептиды [5]. Среди этих пептидных соединений есть регуляторы клеточного деления, роста и развития растений, а также индукторы защитных реакций (элиситоры). Многие пептиды растений выполняют защитные функции конститутивно, непосредственно обеспечивая устойчивость растений к биотическому и абиотическому стрессам [6, 7]. К ним, в частности, относятся антимикробные и инсектицидные пептиды, подавляющие рост и развитие патогенных грибов, бактерий, насекомых-вредителей, а также фитохелатины, ограничивающие абиотические стрессы [8, 9]. Другие пептиды не являются непосредственно антипатогенными соединениями, а представляют собой несущие сигнальные функции элиситоры, индуцирующие защитные реакции растений.
У животных, как известно, практически все процессы жизненного цикла регулируются гормонами, в том числе пептидной природы. А что касается растений, то до 1991 года считалось, что среди фитогормонов растений нет соединений пептидной природы [10]. Однако в 1991 году был идентифицирован системин – пептидное сигнальное соединение, вовлеченное в регулирование защитных откликов растения в ответ на поранение [11]. Наконец, исследования последнего десятилетия (см., например, [12–15]) показали, что у растений, как и у животных, пептиды тоже могут быть гормонами, регулирующими различные аспекты роста и развития растений, а также защитные реакции в ответ на атаку патогенов [13, 16] и травоядных насекомых [17, 18]. Таким образом, некоторые пептиды сейчас рассматриваются как растительные гормоны [19] в дополнение к уже известным фитогормонам непептидной природы. Они регулируют различные процессы, связанные как с ростом и развитием, так и с защитой растений, выполняя важные функции в многоуровневой иммунной системе растений.
В растениях до настоящего времени выявлены несколько групп сигнальных молекул пептид- ной природы и их число растет. В частности, были идентифицированы отдельные соединения пептидной природы, которые вовлекаются в такие процессы, как клеточная дифференциация, меристемная организация, самонесовместимость – самостерильность, различные защитные отклики. Так, к наиболее хорошо изученным пептидным фитогормонам относят [10, 12, 20–26]: регу- лятор клеточной пролиферации растений фитосульфокин (PSK), пептиды ENOD40, регулятор роста меристемы CLAVATA 3 (CLV3), регуляторы системы самонесовместимости для предотвращения инбридинга SCR, фактор быстрого подщелачивания RALF (rapid alkalinization factor), а также поли- и олигопептидные элиситоры, о которых речь пойдет ниже. Такое относительно небольшое число идентифицированных пептидных сигналов объясняется достаточно большой сложностью процесса их идентификации. Однако позже была разработана достаточно простая методика эксперимента по алкалинизации [24, 25], которая стала ключевой при идентификации пептидных сигналов. Она основана на оценке повышения рН (подщелачивание или алкалинизация) среды суспензионной клеточной культуры, что уже привело к выделению полипептидного фитогормона RALF и обнаружению нескольких семейств эндогенных пептидных элиситоров. В настоящее время быстрая алкалинизация – это типичный отклик на пептидные элиситоры.

2. Экзогенные белковые и пептидные элиситоры

Растения всегда окружены множеством различных микроорганизмов и насекомых, однако инфицирование происходит среди ограниченного набора комбинаций растение–патоген, а атаки разных насекомых-вредителей имеют различную эффективность. Дело в том, что растения могут распознавать взятые у различных патогенов и травоядных насекомых общие экзогенные элиситоры соответственно PAMPs (pathogen-associated molecular patterns) [14] и НАМРs (herbivory- associated molecular patterns) [16, 18, 27], а затем откликаться защитными реакциями через ини- циируемый рецептором сигналинг [28]. Вместо PAMPs часто используют более общий термин MAMPs (microbe-associated molecular patterns), имея ввиду, что непатогенные микробы тоже могут индуцировать защитные отклики растений. Кроме того, многие эффекторы патогенов, выделяемые ими для подавления вызванных PAMPs иммунных откликов растения, являются авирулентными факторами и одновременно элиситорами, индуцирующими реакцию сверхчувствительности (СЧ) и некоторые другие защитные отклики растений.
Запуск иммунитета растений осуществляется через распознавание элиситоров соответствующими рецепторами. Так, PAMPs распознаются PRRs (pattern recognition receptors)-рецепторами [13, 29–31], находящимися в плазматической мембране, а результирующие сигналы трансдуцируются в цитозоль, индуцируя PTI-иммунитет (РАМР-triggered immunity) [32–34]. Заметим, что в растениях роль рецепторов элиситоров чаще всего выполняют богатые повторами лейцина рецепторные киназы LRR(leucine-reach repeats)-RKs [12, 14, 20, 35, 36], в качестве примеров которых можно привести рецепторы FLS2 ( agellin- sensitive 2) и EFR (EF-Tu-receptor) для таких экзогенных элиситоров, как флагеллин и фактор элонгации Tu соответственно [30, 37, 38].
Экзогенные элиситоры вырабатываются вне растения. Их источником могут быть патогены, непатогены, травоядные насекомые, продукты их метаболизма и фрагменты их клеточных стенок [13, 39, 40]. Источником происхождения ассоциированных с микроорганизмами и вредителями PAMPs или НАМРs пептидной природы являются жизненно важные редко мутирующие (консервативные) белки [13, 41, 42]. Эти белки, как правило, имеются у многих микроорганизмов и насекомых, а система распознавания растения направлена на особо консервативные домены этих белков (пептидные фрагменты).
Среди белковых и пептидных экзогенных элиситоров следует прежде всего выделить продуцируемые многими видами оомицетных патогенов Phytophthora и Pythium элиситины [43–46], а также индуцирующие реакцию СЧ и некоторые другие защитные отклики в табаке и араби- допсисе харпины [21, 43, 47–49]. Кроме того, в качестве экзогенных были идентифицированы и такие элиситоры, как связанный с клеточной стенкой оомицетных патогенов пептидный фраг- мент трансглютаминазы различных видов фитофторы Рер-13 [41, 50], выделенные из бактериальных патогенов белковые микробные факторы 2 и 3 (MF2, MF3) и их пептидные фрагменты [51–53], продукты авирулентных генов отдельных грибов (например, AVR4 и AVR9) [37, 43, 50, 54–57], индуцирующая этилен ксиланаза EIX (ethyleneinducing xylanase) [41, 50, 54] – фермент гриба Trichoderma viride и некоторые другие.
Что касается элиситинов, то они принадлежат семейству высокогомологичных малых гидрофильных белков, обработка которыми табака (Nicotiana tabacum) индуцирует в листьях системную приобретенную устойчивость (SAR, systemic acquired resistance) [58, 59], активацию отдельных генов резистентности (R-гены), выработку PR-белков (pathogenesis-related proteins) [43, 44], а также реакцию СЧ и связанный с ней системный некроз листьев в табаке [46]. К самым из- вестным элиситинам можно отнести вырабатываемые P. cryptogea и P. сapsici криптогеин и капсицеин, имеющие идентичную аминокислотную последовательность во внутренней области и отличающиеся на С- и N-концах. Они при наномолярных концентрациях в дополнение к индуцированию реакции СЧ в листьях табака индуцируют еще и накопление фитоалексинов [60, 61], а также экспрессию некоторых PR-генов [62].
Относительно харпинов следует сказать, что они выделяются секреторной системой типа III (TTSS или T3SS, type-three secretion system) бактериальных патогенов. Вообще харпины – класс богатых глицином, не содержащих остатков цистеина внеклеточных белков. Некоторые из них обладают способностью активировать системную устойчивость растений [63, 64]. Отдельные патогены (erwinia amylovora, Pseudomonas syringae) могут синтезировать сразу несколько отличающихся аминокислотными последовательностями харпинов (HrpN, HrpW, HrpZ и дру- гие) [65]. Заметим, что к харпиновым элиситорам относят и состоящий из 23 аминокислотных остатков пептидный фрагмент HpaG, соответствующий консервативному региону харпина из Xanthomonas [66].
TTSS бактериальных патогенов, помимо харпинов, могут выделять такие активные эпитопы фактора элонгации Tu (EF-Tu), как elf18 (18 аминокислотных остатков), elf26 (26 аминокислотных остатков) [29, 30, 37, 38, 42, 67, 68], индуцирующие защитные реакции в арабидопсисе [30], а также флагеллины, например, g22 – консервативный домен бактериального флагеллина, состоящий из 22 аминокислотных остатков [41, 43, 47], индуцирующий схожие с elf18 защитные реакции [69, 70].
Пептидный элиситор Рер13 встречается во многих видах Phytophthora [71] и является консервативным эпитопом секретируемой этими оомицетами трансглютаминазы. Он представляет собой состоящий из 13 аминокислотных остатков пептидный фрагмент (VWNQPVRGFKVYE) гликопротеина GP42 [50, 72, 73], выделенного из клеточной стенки оомицетного патогена Phytophthora sojae и индуцирующего в клетках петрушки и картофеля ряд защитных откликов, включая активацию PR-генов и выработку фитоалексинов [28, 50, 55]. Несмотря на предпринимаемые усилия, рецептор, с помощью которого распознается Pep13, пока еще не был охарактеризован на молекулярном уровне [73–75].
Микробные факторы MF2 (microbial factor2) и MF3 (microbial factor3) представляют собой низкомолекулярные термостабильные белки, выделенные из P.bacillus и e.Coli и индуцирующие устойчивость растений к щирокому спектру патогенов и вредителей. MF2 – белок (7,2 кДа), выделенный из бактерии B.thuringiensis и гомологичный белку холодового шока (БХШ или CSP, cold shok proteins) P.bacillus [51, 52]. Заметим, что состоящий из 15 аминокислотных остатков (VKWFNAEKGFGFITP) фрагмент белка холодового шока бактерии Micrococcus lysodeikticus (пептид Csp15), как и сам белок, индуцируют устойчивость табака и картофеля к широкому спектру патогенов [51, 52], т. е. этого фрагмента достаточно, чтобы индуцировать такую же элиситорную активность, какую индуцирует сам белок. MF3 – секретируемый P. Fluorescens белок (16,9 кДа), способный индуцировать в растениях системную устойчивость широкого спектра действия, включая устойчивость к вирусам, грибам и некоторым вредителям [53]. Он был идентифицирован как пептидил-пропил-цис/транс-изомераза (ППИ-аза), причем за элиситорную активность ППИ-азы отвечает фрагмент, входящий в его консервативную область и состоящий из 29 аминокислотных остатков (IIPGLEKALEGKAVGDDLEVAVEPEDAYG), т. е. этот пептид сохраняет защитные свойства полноразмерного белка [53].
Наконец относительно элиситоров, являющихся продуктами некоторых авирулентных генов грибов, можно сказать, что они впервые были обнаружены в апопластических жидкостях листьев, инфицированных фитопатогенным грибом Cladosporium fulvum [76–78]. Два из этих индуцирующих реакцию СЧ в томатах элиситоров (AVR4 и AVR9) были идентифицированы [79, 80]. AVR9 состоит из 28, а AVR4 – из 106 аминокислотных остатков [79–81]. Оба элиситора не гомологичны между собой, специфичны по расе и распознаются растениями в результате их взаимодействия с R-белками [79–82].
Заметим, что к общим (неспецифическим) элиситорам из рассмотренных выше обычно от- носят харпины, флагеллины, белок холодового шока и их фрагменты, а к специфическим элиситорам – продукты отдельных авирулентных генов, ксиланазу и некоторые другие [44]. Такое отнесение, однако, достаточно условно. Так, взятый из бактериального флагеллина пептид g22 активен в качестве РАМР во многих видах растений [29, 83, 84], т. е. является общим элисито- ром. В других случаях бактериальные молекулы распознаются только отдельными растениями, т. е. являются специфическими элиситорами. Например, бактериальный белок холодового шока действует как РАМР (общий элиситор) в табаке и многих других пасленовых, но не индуцирует какой-либо отклик в арабидопсисе [52]. Подобным же образом Рер13 активен в качестве элиситора в петрушке и картофеле, но не в арабидопсисе [50]. И наоборот, бактериальный фактор элонгации Tu и его эпитоп elf26 распознаются арабидопсисом и многими другими растениями, но не вызывают какого-либо отклика в пасленовых [83].
Как уже говорилось выше, предостерегать растение об атаке насекомых–вредителей могут экзогенные элиситоры НАМРs. По сравнению с достаточно большим числом PAMPs, до сих пор было идентифицировано лишь небольшое число HAMPs. Это прежде всего такие белки, как глю- козооксидаза из хлопковой совки [85], щелочная фосфатаза из белокрылки [86], а также β- глюкозидаза из личинок белой капустницы [87]. Пока неизвестно, представляет ли активная часть этих элиситоров пептидные домены или целые белки. Кроме того, сюда можно добавить взятые у гусеницы Manduca Sexta FAC (fatty acid-amino acid conjugates)-элиситоры: коньюгаты жирных кислот и аминокислот [3, 88]. Поранение вместе с НАМРs, и в частности с FAC-элиситорами, обычно ведут к повышению выработки летучих веществ, которые запускают активацию защитных генов, а также могут действовать как непрямая защита, привлекая хищников для уничтожения гусениц [89].

3. Эндогенные пептидные элиситоры

В дополнение к экзогенным элиситорам РAMPs и HAMPs в последнее время были выделены несколько семейств эндогенных пептидных элиситоров [13, 16, 90, 91], относящихся к DAMPs (damage-associated molecular patterns). То есть механизмы защиты, связанные с экзогенными элиситорами, дополняются другими механизмами выживания растения после распознавания им содержащихся в нем DAMPs. DAMPs выделяются самим растением во время атаки вредителя или проникновения патогена в ходе процессов расщепления, вызванных механическими повреждениями, энзимами фитопатогенов или насекомых. Они распознаются как сигналы опасности, а источником их происхождения, как правило, являются фрагменты клеточных стенок растений [11, 25, 91, 92]. Что касается общей схемы механизма защиты, вызванной эндогенными пептидными элиситорами, то, как предполагается [16, 27, 93], биотический стресс (патогены и травоядные насекомые), приводящий к клеточному повреждению, индуцирует экспрессию генов, кодирующих прекурсорные белки эндогенных пептидов, а активированные эндогенные пептиды затем вносят свой вклад в защиту через усиление защитных откликов растения. То есть, если экзогенные НАМРs и РAMPs для индукции защитных откликов стимулируют выработку фитогормонов JA(жасмоновая кислота), SA(салициловая кислота), Et(этилен) [16, 27], то эндогенные пептидные элиситоры не только индуцируют защитные фитогормоны (JA, SA, Et), но и индуцируют сами себя, усиливая тем самым защитные отклики против вторгшихся организмов как локально, так и системно [93–96].         К настоящему времени во многих видах растений идентифицированы несколько семейств эндогенных пептидных элиситоров (DAMPs): системины (системин Sys и гидроксипролин-системины HypSysI и HypSysII) [13, 14, 16, 90, 97, 98], пептидные элиситоры AtPeps [13, 94, 99, 100], соевые пептидные элиситоры GmPep914 и GmPep890 [101], соевый субтилазный пептид GmSubPep [13, 102], инцептины (In) [17, 103]. Эти элиситоры активны, чаще всего в концентрациях от фемтомолярных до пикомолярных. Все они выделены из растений, основываясь на их способности быстро повышать рН (алкалинизация) среды клеточной суспензии растений [24, 25]. Наконец, эти эндогенные пептидные элиситоры – единственные обнаруженные до настоящего времени пептиды, генерируемые из растительных белков и индуцирующие защитные отклики. Остановимся подробнее на каждом семействе.

3.1. Системины. Системин томатов. Системин томатов (Sys) – это состоящий из 18 аминокислотных остатков олигопептид AVQSKPPSKRDPPKMQTD. Его выделение в 1991 году [11, 42] из листьев томатов (Solanum lycopersicum) приоткрыло природу системных сигналов поранения. Было обнаружено, что системин после обработки им в наномолярных концентрациях пораненных мест растений [3, 11, 14, 104–106] индуцирует в течение нескольких минут в листьях молодых томатов экспрессию ряда защитных генов, включая гены, кодирующие протеиназные ингибиторы (PI) [11] и полифенольную оксидазу [107] для защиты от атаки насекомых. Как оказалось, системин является внутриклеточной сигнальной молекулой, которая синтезируется из названного просистемином прекурсорного белка, состоящего из 179 аминокислотных остатков [11, 42]. Так как прекурсор системина является цитоплазмическим белком, то его выделение имеет место только при клеточном повреждении, после чего он действует как DAMP для соседних клеток. Поиск просистемина, основанный на гомологичности его последовательности у разных видов растений, выявил, что системин присутствует в основном в пасленовых [97].
Метод раннего алкалинизационного отклика на системин в суспензионной культуре тома- тов был базисом для развития исследований, которые привели к идентификации локализованного в плазмалемме системинового трансмембранного белка – рецептора SR160 [108, 109] массой 160 кДа с богатым повторами лейцина внеклеточным доменом и внутриклеточным рецепторным киназным доменом [108, 109]. В результате рецепции включается МАР-киназный (MAPK, mitogen-activated protein kinase; митоген-активированная белковая киназа) каскад [110], происходит быстрая алкалинизация внеклеточной среды [108, 111], активация фосфалипазы [112, 113], высвобождение из мембран за счет деградации мембранных липидов линоленовой кислоты и ее превращение в жасмоновую кислоту, которая в свою очередь вызывает экспрессию защитных генов [114], кодирующих ингибиторы пищеварительных ферментов насекомых (PI) и эмиссию летучих веществ [3, 11, 88].
Системины в других видах растений. После идентификации системина и его прекурсорного белка просистемина в томатах системин был выделен также из картофеля, перца и некоторых других пасленовых [97, 98, 115–118]. Табак (Nicotiana tabacum), однако, не откликался на томатный системин. Наконец, из листьев табака были выделены два гликопептида, состоящие тоже из 18 аминокислотных остатков, которые включали множественные гидроксипролиновые остатки [25], при этом некоторые из остатков были гликозилированы. Заметим, что табачные системи- ны, как и томатный системин, имеют по 18 аминокислотных остатков, но их аминокислотные последовательности полностью отличаются от аминокислотной последовательности томатного системина:
TobHypSysI –RGANLPOOSOASSOOSKE (9 пентозных единиц)
TobHypSysII – NRKPLSOOSOKPADGORP (6 пентозных единиц).
Несмотря на структурные различия томатного системина Sys и этих двух новых табачных
системинов, их защитно-сигнальные свойства похожи: оба пептида активны в алкалинизационном испытании на табаке при наномолярных концентрациях и оба вызывают быструю активацию МАРК, которая подобна МАРК, активированной томатным системином в клетках томатов [110]. Основываясь на таких сходствах, эти два новых богатых гидроксипролином гликозилированных системиноподобных пептида были названы табачными системинами TobSysI и TobSysII [25, 98], а из-за гидроксипролинового (О) содержания они часто называются богатыми гидроксипролином системинами HypSysI и HypSysII или TobHypSysI и TobHypSysII [91]. Их включили в семейство элиситоров, коллективно названных системинами [25, 98]. Подчеркнем, что прекурсорный ген кодирует для обоих пептидов прекурсорный белок (РreproHypSys), который включает 165 аминокислотных остатков. Аминокислотная последовательность TobHypSysI ближе к N-концу прекурсора, а TobHypSysII – ближе к его C-концу.
Заметим, что такие же как в табаке богатые гидроксипролином гликопептидные системины (HypSys) позже были выделены в томатах [119], петунье [120], сладком картофеле [121], черном паслене [122] и некоторых других пасленовых [119, 121–123]. Таким образом, системин и гидроксипролин-системины действуют как эндогенные регуляторы защиты в основном пасленовых растений против вредителей [98, 124], активируя различные отклики, включая накопление про- теиназных ингибиторов (PI) и других антипищевых белков, а также эмиссию летучих веществ [3, 11, 88].

3.2. Пептидные элиситоры AtPeps. Из экстрактов листьев арабидопсиса (Arabidopsis thaliana) первоначально был выделен один элиситор этого семейства, названный AtPep1 [94], который был идентифицирован по его способности при субнаномолярных концентрациях вызывать алкалинизацию среды суспензионной культуры клеток [24, 25, 94, 119, 125, 126]. При этом дан- ный пептид посредством JА/Et- сигнальных путей, инициируемых LRR-протеин киназным ре- цептором AtPEPR1, индуцировал в арабидопсисе такой отклик врожденного иммунитета, как активирование экспрессии защитного гена PGF1.2, кодирующего дефензин и некоторые другие связанные с патогенезом гены [94, 99, 100], инициировал синтез Н2О2, а также индуцировал свой собственный прекурсорный ген AtPROPeP1 [96, 100]. Рецептор для AtPep1 (AtPEPR1) был идентифицирован и представляет собой LRR-рецепторную киназу [100, 127].
AtPep1 (ATKVKAKQRGKEKVSSGRPGQHN) имеет 23 аминокислотных остатка и происходит из С-конца имеющего 92 аминокислотных остатка прекурсорного белка АtproPep1, который кодируется геном AtPROPeP1 и индуцируется поранением, метилжасмонатом (MeJA), этиленом, g22 и самим AtPep1 [24, 25, 94, 119, 125]. Всего в банках белковых данных посредством вырав- нивания аминокислотных последовательностей было найдено несколько гомологов (ортологов и паралогов) AtPeps для некоторых видов растений, включая такие важные для сельского хозяй- ства, как рис (Oryza sativa), кукуруза (Zea mays), соя (Glycine max) [13, 94, 95]. Кроме того, в рабо- те [99] был идентифицирован еще один рецептор, обозначенный AtPEPR2, который имеет 70% схожести своей аминокислотной последовательности с последовательностью AtPEPR1. Наконец, в работах [94, 127] на основе полученных авторами данных была предложена гипотеза о том, что AtPROPeP-гены являются компонентами сигнальной системы в обратной связи, которая осуществляется с участием AtPEPR1-рецептора для усиления отклика врожденного иммунитета арабидопсиса. Авторы [91, 127] считают, что эндогенные элиситоры AtPeps, генерируемые в ответ на патогены и их PAMPs [127], имеют свойство индуцировать механизм обратной связи для усиления первичных PAMPs-сигналов (например, g22 и elf18 – общих элиситоров патогенов). Возможно, по предположению авторов [128], AtPeps действуют в качестве усилителей как JA/Et-, так и SA- путей, и могут играть свою роль в системном сигналинге арабидопсиса и других растений, где есть PROPEP-ортологи. В работах [83, 84, 94, 127] дана упрощенная модель соответству- ющего механизма. Такой механизм предполагается и в томатах [129, 130], где в ответ на повреждение экспрессируются просистемин и РreproHypSys [42, 119] для генерации пептидов, которые усиливают октадеканоидный сигналинг. Схожесть в химических и физиологических свойствах членов семейства AtPeps, их прекурсорных белков и генов с аналогичными свойствами томатного системина, его прекурсорного белка просистемина и его гена [131] поддерживают гипотезу о том, что одна из основных ролей защитного сигналинга, инициируемого рецепторами этих пептидов – усиливать сигналинг, который активируется поранением и экзогенными элиситорами PAMPs, чтобы достичь быстрой и сильной защиты против вторгшихся патогенов и насекомых-вредителей [131, 132]. Таким образом, AtPep1 и его гомологи, как предполагается, являются эндогенными усилителями откликов врожденного иммунитета арабидопсиса и некоторых других растений, где найдены PROPEP-ортологи и повышают тем самым резистентность в отношении таких патогенов, как, например, Pythium irregulate и Pseudomonas syrringae [94, 99, 100].

3.3. Соевые пептиды GmPep914 и GmPep890. Из листьев сои в 2011 году были выделены и идентифицированы еще два пептидных элиситора [101], которые способны при наномолярных концентрациях быстро вызывать алкалинизацию среды клеточной суспензии растения. Эти пептиды были названы соевыми пептидами GmPep914 (DHPRGGNY) и GmPep890 (DLPRGGNY). GmPep914 и GmPep890 имеют идентичную активность, индуцируя одинаковые связанные с за- щитой PR- белки: CYP93A1, цитохром Р450, chitinaseb1-1, chalcone synthase, вовлеченные в синтез фитоалексинов и другие защитные реакции. В клеточной суспензии сои в пределах часа они индуцируют экспрессию своих прекурсоровых генов GmPROPeP914 и GmPROPeP890 [101]. Эти результаты подобны экспрессии генов AtPROPePs и индуцированию защитных генов пептидами AtPeps [93, 127]. Заметим, что как GmPROPeP914, так и GmPROPeP890 гораздо сильнее экс- прессировались в корнях по сравнению с воздушной частью растения, т. е. эти пептиды преобладали в подземных тканях, которые могут подвергаться атакам почвенных патогенов и нематод. Однако обработка воздушной части растения сои такими вовлеченными в индуцирование защитных откликов гормонами, как метилжасмоновая кислота (MeJA) и метилсалициловая кислота (MeSA), значительно повышала уровни экспрессии GmPROPeP914 и GmPROPeP890 [101].
Соевые пептиды GmPep914 и GmPep890 являются самыми маленькими по размерам эндо- генными пептидными элиситорами, найденными к настоящему времени среди пептидов. Они локализуются на C-конце своих прекурсоровых белков, имеющих 52 аминокислотных остатка [101]. Для оценки значимости для проявления алкалинизационной активности отдельных аминокислот, входящих в пептид GmPep914, он был синтезирован с Ala-замещениями во всех восьми положениях и эти аналоги были проверены на способность алкалинизировать суспензионную клеточную среду. Замещение в С-конце (Tyr-8 или Asp-7) на Ala вызывали полное отсутствие активности, тогда как при замещениях в других положениях происходили лишь небольшие потери в активности. Только одно замещение сохраняло активность полностью: Hys-2 на Ala. Удаление либо Asp-1 на N-конце или Tyr-8 на С-конце полностью устраняла активность. Таким образом, для отмеченной активности необходимо сохранить длину GmPep914 и С-терминальную группу [101]. Наконец было обнаружено, что GmPep914 не способен алкалинизировать суспензионную клеточную среду арабидопсиса и табака, свидетельствуя о специфическом по виду растения рецепторном взаимодействии GmPep914 [101].

3.4. Соевый субтилазный пептид GmSubPep. Соя, как было обнаружено в 2010 году [102], вырабатывает еще один уникальный пептидный элиситор: GmSubPep (NTPPRRAKSRPH – 12 аминокислотных остатков). Он в наномолярных концентрациях вызывает быстрый алкалинизационный отклик в клеточной суспензии сои [103, 133–135], индуцирует вовлеченные в синтез фитоалексинов известные защитные гены (CYP93A1 [134], Chib1-1 [135], PDR12 [133], Gmachs1 [136]). Этот элиситор был выделен из большего по размерам подобного субтилизину внеклеточного белка сои [102], не был найден внутри субтилаз каких-либо других растений и был назван соевым субтилазным пептидом (GmSubPep) [102]. Чистая субтилаза, имеющая 789 аминокислотных остатков, является прекурсорным белком Glyma18g48580 этого пептидного элиситора, а ген, кодирующий этот прекурсор, экспрессируется практически во всех тканях сои [102] и не индуцируется при обработке растений сои MeJA, MeSA, GmSubPep [102]. Эти различия между экспрессией GmPROPeP914/890 и Glyma18g48580 указывают на возможно разные роли, выполняемые GmPep914/890 и GmSubPep в защитных откликах сои [102]. Следует также заметить, что в алкалинизационном опыте обработка сои GmSubPep при концентрации 0,25 нмоль приводит к гораздо меньшему росту рН среды, чем это дает применение GmPep890 или GmPep914, что говорит о том, что GmSubPep возможно является менее эффективным элиситором, чем GmPep914 и GmPep890.

3.5. Инцептины. В 2006–2007 годах [17, 103] в листьях коровьего гороха (Vigna unguiculata) были найдены еще три связанных с защитой растений эндогенных пептидных элиситора, источником которых является хлоропластная АТФ-синтаза этого растения. Оставленный на листьях оральный секрет поедающей эти листья гусеницы травяная совка (Spodoptera frugiperda), как оказалось, содержит протеолизованные фрагменты сATФ-синтазы коровьего гороха, продуцируемые в желудке насекомого и вызывающие определенные специфические защитные отклики растения [17,103]. Найденные элиситоры, содержащие соответственно 11, 12 и 13 аминокислотных остатков, были названы инцептинами (inceptins) и явились примером элиситоров, участвующих в непрямой защитной реакции растения на атаку насекомого. Инцептины распознаются клетками листьев растения в процессе их поедания гусеницей, индуцируют каскад защитных реакций, приводящих в том числе к эмиссии летучих веществ [17, 103], которые могут привлекать естественных врагов этого вредителя. Элиситорное действие инцептинов начинается с эффективных доз, равных примерно нескольким фмоль/лист.
Для коровьего гороха инцептины имеют следующие аминокислотные последовательности: ICDINGVCVDA, EICDINGVCVDA, GEICDINGVCVDA. Затем они были идентифицированы для кукурузы – ICDVNGVCVDA, EICDVNGVCVDA, GEICDVNGVCVDA, фасоли обыкновенной – ICDVNGVCIDA, EVCDINGVCIDA, GEVCDINGVCIDA, сои – ICDVNGVCVDA, EICDVNGVCVDA, GEICDVNGVCVDA, шпината – ICDINGKCVDA, EICDINGKCVDA, GEICDINGKCVDA. В работах [137–140] путем сравнительного анализа последовательностей уже идентифицированных инцептинов с аминокислотной последовательностью соответствующей части хлоропластной ATФ-синтазы гороха огородного Pisum sativum, имеющейся в базах данных UniProt (UniProt ID P28552 [141]), была проведена теоретическая идентификация инцептинов еще одного представителя бобовых – гороха огородного Pisum sativum. При этом использовались общедоступные программные реализации алгоритмов выравнивания первичных последовательностей BLASTР 2.2.24 [142]. В результате были найдены следующие три структуры: ICDINGNCVDA, EICDINGNCVDA, GEICDINGNCVDA, имеющие также соответственно 11, 12 и 13 аминокислотных остатков. Заметим, что все перечисленные инцептины имеют кольцевую структуру за счет цистеинового дисульфидного мостика. Их аминокислотные последовательности для разных растений отличаются друг от друга, как правило, одним аминокислотным остатком, т. е. гомологичны между собой. Показано [17, 103], что они являются фрагментами протеолитического расщепления протеазами травяной совки регуляторной области g-субъединицы хлоропластной АТФ-синтазы растений (прекурсоровый белок). Наибольшую элиситорную активность проявляет инцептин, содержащий 11 аминокислотных остатков. Он же является и наиболее устойчивым к расщеплению протеолитическими ферментами гусеницы [17, 103].
Заметим, что обработка коровьего гороха инцептином ICDINGVCVDA индуцирует выработку летучего гомотерпена DMNT ((Е)-4,8-dimethyl-1,3,7-nonatriene) и коричной кислоты – продукта L-фенилаланинаммонийлиазы (phenylalanine ammonia-lyase, PAL), прекурсора индуцируемых биотической атакой защитных откликов, осуществляемых с помощью фенилпропаноидов [143–146], а также протеиназного ингибитора цистатина (cystatin) [17, 103]. Кроме того, инду- цируется выделение таких летучих веществ, как MeSA, (E)-b-ocimene, indole, (E)-b-farnesene, (E,E)-a- farnesene, (3E,7E)-4,8,12-trimethyl-1,3,7,11-tridecatetrane, которые могут играть свои роли в ассоциативном обучении и привлечении естественных врагов насекомых [17, 103]. В работах [17, 103] предложена модель непрямого распознавания растением вредителя через инцептины.
Заметим, что на элиситорную активность инцептинов существенное влияние оказывает наличие в их последовательностях аминокислотного остатка D (аспарагиновая кислота), при этом его отсутствие или замещение на аминокислотный остаток Ala приводит практически к исчезновению элиситорной активности. Для сохранения инцептином своих элиситорных свойств необходимо также, чтобы структура его С-конца и количество аминокислотных остатков не изменялись. Во всяком случае 4 крайних аминокислотных остатка на С-конце (CVDA) должны оставаться неизменными [17, 103]. Все эти результаты определенно показывают, что инцептины представляют собой пептидные элиситоры с высокой структурной специфичностью, сравнимой со специфичностью экзогенных пептидных элиситоров g22 или Pep-13 [147].

Заключение
За последние годы произошел заметный рост наших знаний о химической природе элиситоров, их распознавании, понимании различных этапов защитных реакций растений против фитопатогенов и вредных насекомых. Стало очевидным, что коэволюция растений с различными микроорганизмами и насекомыми позволила растениям выработать широкий набор защитных механизмов. Обнаружение новых и исследование уже найденных элиситоров для различных видов растений, детальное изучение всего разнообразия механизмов их действия имеют важное практическое значение, открывая дорогу разработке новых методов борьбы с потерями урожая. И в этом плане пептидным соединениям в последнее время уделяют все большее внимание, так как среди них обнаружены группы эндогенных и экзогенных элиситоров, действующих в очень малых концентрациях (от фемто- до пикомолярных), индуцирующих как прямые, так и непрямые защитные реакции. Применение таких элиситоров безопасно для человека и окружающей среды, а относительно небольшая стоимость и очень низкие нормы расхода могут сделать их использование экологически и экономически выгодным. И хотя в сфере исследования свойств, механизмов действия пептидных элиситоров остается еще очень много вопросов, однако ясно, что у них большое будущее.

Литература

1. Тютерев С. л. Научные основы индуцированной болезнеустойчивости растений. СПб., 2002. – 328 с. 2. Mackey D. et al. // Cell. 2003. Vol. 112. P. 379–389.
3. Howe G. A. // J. Plant Growth Regul. 2004. Vol. 23. P. 223–237.
4. Соколов ю. А. // Весцi НАН Беларусi. Сер. хiм. навук. 2014. No 4. С. 109–121.
5. Farrokki N. et al. // Plant. Biotechnol. J. 2008. Vol. 6. P. 105–134.
6. Broekaert W. F. et al. // Crit. Rev. Plant. Sci. 1997. Vol. 16. P. 297–323.
7. Егоров Ц. А., одинцова Т. И. //Биоорг. химия. 2012. Т. 38, No 1. С. 7–17.
8. Garcia-Olmedo F. et al. // Biopolymers. 1998. Vol. 47. P. 479–491.
9. Cobbett C., Goldsbrough P. // Annu. Rev. Plant Biol. 2002. Vol. 53. P. 159–182.
10. Ryan C. A., Pearce G. // Plant Physiology. 2001. Vol. 125. P. 65–68.
11. Pearce G., Strydom D., Ryan C. A. // Science. 1991. Vol. 253. P. 895–897.
12. Matsubayashi Y. // J. Cell Sci. 2003. Vol. 116. P. 3863–3870.
13. Yamaguchi Y., Huffaker A. // Curr.Opin.Plant Biol. 2011. Vol. 14. P. 351–357.
14. Boller T. // Curr. Opin. Cell Biol. 2005. Vol. 17. Р. 116–122.
15. Lease K. A., Walker J. C. // Plant Physiol. 2006. Vol. 142. Р. 831–838.
16. Boller T., Felix G. // Annu. Rev. Plant Biol. 2009. Vol. 60. P. 379–406.
17. Schmelz e. A. et al. // PNAS USA. 2006. Vol. 103. P. 8894–8899.
18. Mithofer A., Boland W. // Plant Physiol. 2008. Vol. 146. P. 825–831.
19. Matsubayashi Y., Sakagami Y. // Annu. Rev. Plant Biol. 2006. Vol. 57. P. 649–674. 20. Lindsey K., Casson S., Chilley P. // Trends Plant Sci. 2002. Vol. 7. P. 78–83.
21. Ryan C. A., Pearce G., Moura D. S. // Plant Cell. 2002.Vol. 14. P. S251–264.
22. Bisseling T. // Curr. Opin. Plant Biol. 2001. Vol. 2. P. 365–368.
23. Matsubayashi Y. et al. // Trends Plant Sci. 2001. Vol. 6. P. 573–577.
24. Pearce G. et al. // PNAS USA. 2001. Vol. 98. P. 12843–12847.
25. Pearce G. et al. // Nature. 2001. Vol. 411. P. 817–820.
26. Matsubayashi Y. et al.. // Science. 2002. Vol. 296. P. 1470–1472.
27. Heil M. // Trends Plant Sci. 2009. Vol. 14, N 7. P. 356–363.
28. Nurnberger T. et al. // Cell. 1994. Vol. 78. P. 449–460.
29. Zipfel C. et al. // Nature. 2004. Vol. 428. P. 764–767.
30. Zipfel C. et al. // Cell. 2006. Vol. 125. P. 749–760.
31. Lee S.W. et al. // Science. 2009. Vol. 326. P. 850–853.
32. He P., Shan L., Sheen J. // Cell. Microbiol. 2007. Vol. 9. P. 1385–1396.
33. Schwessinger B., Zipfel C. // Curr. Opin. Plant Biol. 2008. Vol. 11. P. 389–395.
34. Zipfel C. // Curr. Opin. Immunol. 2008. Vol. 20. P. 10–16.
35. Shiu S. H. et al. // Plant Cell 2004. Vol. 16. P. 1220–1234.
36. Tichtinsky G. et al. // Trends Plant Sci. 2003. Vol. 8. P. 231–237.
37. Boller T., Felix G. // Annu. Rev. Plant Biol. 2009. Vol. 60. P. 379–406.
38. Boller T., He S. Y. // Science. 2009. Vol. 324. P. 742–744.
39. Bonaventure G., Baldwin T. // Trends Plant Sci. 2011. Vol. 16. P. 294–299. 40. Mc Cann H. C. et al. // PNAS USA. 2012. Vol. 109. P. 1-6.
41. Angelova Z. et al. // Biotech. Biotech. Eq. 2006. Vol. 20, N 2. P. 72–83. 42. Mc Gurl B. et al. //Science. 1992. Vol. 255. P. 1570–1573.
43. Nurnberger T. et al. // Immunol. Rev. 2004. Vol. 198. P. 249–266.
44. Guttman D. S. // Biotechnol. Adv. 2004. Vol. 22. P. 363–382.
45. Kamoun S. et al. // Mol. Plant Microbe Interact. 1993. Vol. 6. P. 15–25.
46. Ricci P. et al. // Eur. J. Biochem. 1989. Vol. 183. P. 555–563.
47. Nurnberger T., Brunner F. // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. Vol. 5. P. 1–7.
48. He S. Y., Huang H. -C., Collmer A. // Cell. 1993. Volo.73. P. 1255–1266.
49. Wei Z. M., Beer S. V. // Acta Horticulturae. 1996. Vol. 411. P. 223–225.
50. Brunner F. et al. // EMBO J. 2002. Vol. 21. P. 6681–6688.
51. Dzhavakhiya V. G. et al. // J. Russ. Phytopathol. Soc. 2000. Vol. 1. P. 75 – 81.
52. Felix G., Boller T. // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278. P. 6201–6208.
53. Shumilina D. et al. // Phytophatol. Polonica. 2006. Vol. 41. P. 39–49.
54. Boller T. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1995. Vol. 46. P. 189–214.
55. Hahlbrock K. et al. // PNAS USA. 1995. Vol. 92. P. 4150–4157.
56. Vanden Ackerveken G. G. J. M. et al. // Plant Physiol. 1993. Vol. 103. P. 91–96.
57. Kamoun S. // Curr. Opin. Plant Biol. 2001. Vol. 4. P. 295–300.
58. enyedi A. J., Yalpani N., Raskin I. // Cell. 1992. Vol. 70. P. 879–886.
59. Kessmann H. et al. // Annu. Rev. Phytopathol. 1994. Vol. 32. P. 439–459.
60. Blein J. -P, Milat M. -L., Ricci P. // Plant Physiol. 1991. Vol. 95. P. 486–491.
61. Milat M. -L. et al. // Phytochemistry 1991.Vol. 30. P. 2171–2173.
62. Suty L. et al. // Mol. Plant Microbe Interact. 1995. Vol. 8. P. 644–651.
63. Reboutier D. et al. // Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. Vol. 20, N 7. P. 94–101.
64. Jang Y., Sohn S., Wang M. // Planta. 2006. Vol. 223, N 3. P. 449–454
65. Alfano J. R., Collmer A. // Annu. Rev. Phytopathol. 2004. Vol. 42. P. 385–391
66. Kim J. G. et al. // J. Bacteriol. 2004.Vol. 186. P. 6239–6247.
67. Lee J., Klessig D. F. // Plant Cell. 2001. Vol. 13. P. 1079–1093.
68. Kunze G., Zipfel C., Felix G. // Plant Cell 2004. Vol. 16. P. 3496–3507.
69. Felix G. et al. // Plant J. 1999. Vol. 18. P. 265–276.
70. Robatzek S. et al. // Plant Mol. Biol. 2007. Vol. 64. P. 539–547.
71. Hahn M. G. // Ann. Rev. Phytopath. 1996.Vol. 34. P. 387–412.
72. Sacks W. et al. // Mol. Gen. Genet. 1995. Vol. 246. P. 45–55.
73. Postel S., Kemmerling B. // Semin. Cell Dev. Biol. 2009. Vol. 20, N 9. P. 1025–1031.
74. Osman H. et al. // Mol. Biol. Cell. 2001. Vol. 12. P. 2825–2834.
75. Parker J. e. // TRENDS Plant Sci. 2003.Vol. 8, N 6. P. 245–247.
76. De Wit P. J. G. M., Hofman J. e., Aarts J. M. M. J. G. // Physiol. Plant Pathol. 1984. Vol. 24. P. 17–23.
77. De Wit P. J. G. M., Hofman A. e., Velthuis G. C. M. // Plant Physiol. 1985.Vol. 77. P. 642–647.
78. De Wit P. J. G. M., Spikman G. // Physiol. Plant Pathol. 1982. Vol. 21. P. 1–11.
79. Joosten M. H. A. J., Cozijnsen T. J., de Wit P. J. G. M. // Nature. 1994. Vol. 367. P. 384–386.
80. Scholtens-Toma I. M., de Wit P. J. G. M. // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1988. Vol. 33. P. 59–67.
81. Van Kan J. A. L., Vanden Ackerveken G. F. J. M., De Wit P. J. G. M. // Mol. Plant Microbe Interact. 1991. Vol. 4. P. 52–59. 82. Vanden Ackerveken G. F. J. M., Vossen P., De Wit P. J. G. M. // Plant Physiol. 1993. Vol. 103. P. 91–96.
83. Kunze G. et al. // Plant Cell. 2004. Vol. 16. P. 3496–3507.
84. Gomez-Gomez L., Boller T. // Trends Plant Sci. 2002. Vol. 7. P. 251–256.
85. eichenseer H. et al. //Arch. Insect Biochem. Physiol. 1999. Vol. 42. P. 99–109.
86. Funk C. J. // Arch. Insect Biochem. Physiol. 2001. Vol. 46. P. 165–174.
87. Mattiacci L., Dicke M., Posthumus M. A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 2036–2040.
88. Degenhardt D. C. et al. // Phytochemistry. 2010. Vol. 71. P. 2024–2037.
89. Arimuro G. -I. // BBA. 2005. N 1734. P. 91–111.
90. Matzinger P. // Nat. Immunol. 2007. Vol. 8. P. 11–13.
91. Ryan C. A., Huffaker A., Yamaguchi Y. // Cell Microbiol. 2007. Vol. 9. P. 1902–1908.
92. Ridley B. L., O’Neill M. A., Mohnen D. // Phytochemistry. 2001. Vol. 57. P. 929–967.
93. Narvaez-Vasquez J., Orozco-Cardenas M. L., Pearce G. In A Hughes, ed, Amino Acids, Peptides and Proteins
in Organic Chemistry. Wiley-VCH, Weinheim, Germany, 2009. P. 599–631.
94. Huffaker A., Pearce G., Ryan C. A. // PNAS USA. 2006. Vol. 103. P. 10098–10103. 95. Huffaker A., Dafoe N. J., Schmelz e. A. // Plant Physiol. 2011. Vol155. P. 1325–1338. 96. Krol e. et al. // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285. P. 13471–13479.
97. Constabel C. P. , Yip L., Ryan C. A. // Plant Mol. Biol. 1998. Vol. 36. P. 55–62.
98. Ryan C. A., Pearce G. // PNAS USA. 2003. Vol. 100, suppl. 2. P. 14577–14580.
99. Yamaguchi Y. et al. // Plant Cell. 2010. Vol. 22. P. 508–522.
100. Yamaguchi Y., Pearce G., Ryan C. A. // PNAS USA. 2006. Vol. 103. P. 10104–10109. 114
101. Yamaguchi Y., Barona G. // Plant Physiol. 2011. Vol. 156. P. 932–942.
102. Pearce G., Yamaguchi Y., Barona G., Ryan C. A. // PNAS USA. 2010. Vol. 107. P. 14921–14925.
103. Schmelz e. A. et al. // Plant Physiol. 2007. Vol. 144. P. 793–805.
104. Li L., Li C. Y., Lee G. I., Howe G. A // PNAS USA. 2002. Vol. 99. P. 6416–6421.
105. Narvaez-Vasquez J. et al. // Planta. 1995. Vol. 195. P. 593–600.
106. Lotze M. T. et al. // Immunol. Rev. 2007. Vol. 220. P. 60–81.
107. Constabel C. P., Bergey D. R. // PNAS USA. 1995. Vol. 92. P. 407–411.
108. Scheer J. M., Ryan C. A. // PNAS USA. 2002. Vol. 99. P. 9585–9590.
109. Scheer J. M., Ryan C. A. // Plant Cell. 1999. Vol. 11. P. 1525–1535.
110. Stratmann J., Scheer J., Ryan C. A. // PNAS USA. 2000. Vol. 97. P. 8862–8867.
111. Meindl T., Boller T., Felix G. G. // Plant Cell. 1998. Vol. 10. P. 1561–1570.
112. Narvaez-Vasquez J., Florin-Christensen J., Ryan C. A. // Plant Cell. 1999. Vol. 11. P. 1–13.
113. Ishiguro S. et al. // Plant Cell. 2001. Vol. 13. P. 2191–2209.
114. Wasternack C., Hause B. // Prog. Nucl. Acid Res. Mol. Biol. 2002. Vol. 72. P. 165–221.
115. Fletcher J. C. et al. // Science. 2000. Vol. 283. P. 1911–1914.
116. Matsubayashi Y., Sakagami Y. // PNAS USA. 1996. Vol. 93. P. 7623–7627.
117. Schopfer C. R., Nasrallah M. e., Nasrallah J. B. // Science. 1999. Vol. 286. P. 1697–1700.
118. Vande Sande D. et al. // Science. 1996. Vol. 273. P. 370–373.
119. Pearce G., Ryan C. A. // J.Biol.Chem. 2003. Vol. 278. P. 30044–30050.
120. Pearce G. et al. // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282. P. 17777–17784.
121. Chen Y. -C. et al. // J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283. P. 11469–11476.
122. Pearce G. et al. // Plant Physiol. 2009. Vol. 150. P. 1422–1433.
123. Heiling S. et al. // Plant Cell. 2010. Vol. 22. P. 273–292.
124. Narvaez-Vasquez J., Orozco-Cardenas M. L., Ryan C. A. // Plant Mol. Biol. 2007. Vol. 65. P. 711–718.
125. Felix G., Boller T. // Plant J. 1995. Vol. 7. P. 381–389.
126. Moyen C., Johannes e. // Plant Cell Environ . 1996. Vol. 19. P. 464–470.
127. Huffaker A., Ryan C. A. // PNAS USA. 2007. Vol. 104, N 25. P. 10732–10736.
128. Truman W. et al. // PNAS USA. 2007. Vol. 104. P. 1075–1080.
129. Narvaez-Vasquez J., Pearce G., Ryan C. A. // PNAS USA. 2005. Vol. 102. P. 12974–12977.
130. Wasternack C. // J Plant Physiol. 2006. Vol. 163. P. 297–306.
131. Ryan C. A., Pearce G. In Encyclopedia of Biological Chemistry, eds. Lennarz, W. & Lane, M. D. (Elsevier,Amsterdam), 2004. Vol. 3. P. 381–384.
132. Schilmiller L., Howe G. // Curr Opin Plant Biol. 2005. Vol. 8. P. 369–377.
133. eichhorn H. et al. // J. ExP. Bot. 2006. Vol. 57. P. 2193–2201.
134. Suzuki G. et al. // FEBS Lett. 1996. Vol. 383. P. 83–86.
135. Watanabe A. et al. // Biosci. Biotech. Biochem. 1999.Vol. 63. P. 251–256
136. Akada S., Kung S. D., Dube S. K. // Plant. Mol. Biol. 1991. Vol. 16. P. 751–752.
137. Голубович В. П., Соколов ю. А., Фигловский В. А., шутова И. В. // Весці НАН Беларусі. Cер. хім. навук. 2011.No 4. С. 71–74.
138. Golubovich V. P., Sokolov Y. A., Figlovsky V. A., Shutova I. V. // Proc.3rd Int.conf. Math.Biol. and Bioinformatics. /IMB RAS. Pushchino (Russia), Оct. 10–15, 2010. P. 179–180.
139. Голубович В. П., Соколов ю. А., Фигловский В. А., шутова И. В. // 7th International Conference in AppliedBiotechnology «Phytohormones, Humic substances and other biorational pesticides in agriculture» Radostim / IBOC NASB. Мinsk, Belarus. 02th–04th Nov. 2011. P. 40–41.140. Соколов ю. А., Голубович В. П., шутова И. В., Ермола Е. М., Мартинович В. П., юрин В. М., Филипцова Г. Г. // Сб. науч. тр. Биорегуляторы: исследование и применение. Вып. 3 / под ред. чл.-корр. С. А. Усанова. Минск: Бел. на- вука, 2014. С. 121–134.141. http://www.uniprot.org/uniprot/P28552.html.
142. http: www.ucbi.nlm.gov/blast.
143. Basse C. W. et al. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 10258–10265. 144. Basse C. W., Boller T. // Plant Physiol. 1992. Vol. 98. P. 1239–1247. 145. Felix G. et al. // Plant Physiol. 1991. Vol. 97. P. 19–25.
146. Grosskopf D. G. et al. // J. Plant Physiol. 1991. Vol. 138. P. 741–746. 147. Maischak H. et al. // FEBS Lett. 2007. Vol. 581. P. 898–904.